Introduction: Mueller Hinton agar is one of the most used media in microbiology laboratories to perform the antimicrobial susceptibility test, since it has a particularly good reproducibility, it has low levels of inhibitors that can affect the results of sulfonamides, trimethoprim and tetracyclines, allowing the growth of all non-fastidious bacteria. The objective of quality control is to reduce the scarcity of the results obtained in the sensitivity tests, because of the different concentrations of the divalent cations Mg2+ and Ca2+, which can alter the sensitivity towards aminoglycosides and tetracyclines. And the concentration of thymine and thymidine, in between, affects sensitivity to sulfonamides and trimethoprim. Quality control is conducted batch by batch prepared in microbiology laboratories, using ATCC-type reference strains, together with different sensidiscs. Objectives: The objective of this research was to improve the technical characteristics of Mueller Hinton agar, the same one universally recommended for antimicrobial susceptibility tests, against the ATCC strains Enterococcus faecalis 29212, Pseudomonas aeruginosa 27853 at the General Hospital of the Armed Forces of Ecuador. and at the Pablo Arturo Suárez Hospital, implementing a training process on the preparation and control of batches of the agar, since this medium requires meticulous preparation, since minimal variations in its composition cause alterations in the test results. tests. Methodology: A non-experimental operational study, of pre and post evaluation, was conducted to implement a training process in the preparation and control of batches of Mueller Hinton agar to improve the technical characteristics and performance of the agar against ATCC strains of control. A pre- and post-training knowledge assessment was conducted. Results: The degree of compliance with the conditions of infrastructure, inputs, and materials to produce Mueller Hinton agar in the laboratories of two hospitals in the city of Quito was established. In turn, the degree of knowledge about the realization of the Mueller Hinton agar and the impact of an educational intervention on them were evaluated. The degree of compliance with the infrastructure, inputs, and material requirements of each intervened health home was 64% (16/24) and 68% (17/24). The knowledge on the subject, after the training, improved in the participants. Conclusions: When carrying out a situational diagnosis of the infrastructure, supplies, and materials, it was determined that the absence, misuse or disuse, constitute the main factors that affected the development of the environment; After the training, it was possible to improve the technical characteristics of the medium for quality control with the strains ATCC Enterococcus faecalis ATCC 29212, Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853. On the other hand, it was observed that in the absence of updating the processes in the preparation of the culture medium, is related to errors that affect the technical characteristics and their performance in antimicrobial susceptibility tests. Study area: microbiology.

El control de calidad tiene como objeto, la verificación de laprecisión y exactitud del proceso analítico, el funcionamiento de losreactivos y equipos utilizados, la competencia profesional del personalque realiza la prueba (Perdomo, 2009). Es necesario realizarperiódicamente controles del medio deshidratado, de los aditivos que sevan a utilizar, del procedimiento de elaboración, envasado, etiquetado yalmacenamiento (Rivera et al., 2014). Los medios deshidratados yaditivos deben estar etiquetados con las fechas de caducidad, derecepción y la fecha en la que se abrieron por primera vez (Rivera etal., 2014). El proceso de elaboración debe quedar registrado: anotandola identidad de los medios, el número de lote, fecha de preparación,fecha de caducidad y la identidad de la persona que los ha preparado. Se10 recomienda que cada placa o tubo individual vaya identificado con elnombre del medio, número de lote y fecha de preparación (Miranda et al.,2004).

La FDA recomienda que los sensidiscos cumplan las siguientescaracterísticas:

Los discos deben mantenerse refrigerados de 2 - 8ºC, si van a serutilizados en los siguientes 7 días, se deben mantener a -14 ºC, para suconservación a largo plazo. Para mantener su potencia, los discos quecontienen drogas de la familia de los ß-lactámicos deben mantenerse encongelador, salvo una pequeña provisión que puede permanecer en elrefrigerador (Cockerill et al., 2012).

Los discos deben guardarse en contenedores herméticos y ser sacadosdel refrigerador o congelador 1-2 horas antes de su uso, a fin de lograrun equilibrio en la temperatura antes de ser utilizados. Este procesoevita la 11 condensación que podría ocurrir cuando la humedad delambiente alcanza los frascos fríos (Miranda et al., 2004).

La mayoría de las drogas antibacterianas son muy sensibles a laexposición de un ambiente húmedo que a temperaturas templadas. Dentro delos antimicrobianos más afectados por los problemas de conservación, seencuentran, la familia de los ß-lactámicos: los carbapenemes (meropeneme imipenem), oxacilina, cefaclor, las combinaciones de ß-lactámicos coninhibidores de ßlactamasas (amoxicilina/ac. clavulánico,ampicilina/sulbactam, ticarcilina/ac.clavulánico, cefoperazona/sulbactamy piperacilina/tazobactam) siendo estos los más lábiles (Miranda et al.,2004).

Para conocer si el sensidisco está funcionando correctamente espreciso realizar un antibiograma, como si fuese de un paciente, peroutilizando cepas puras conocidas a nivel mundial, las cuales jamás hantenido contacto con antibióticos. Se controlan comparando el halo deinhibición o diámetro de la sensibilidad de acuerdo con el antibiótico yla cepa a analizar (Hudzicki, 2013).

Cepas de referencia: las cepas de referencia o cepaspatrón son microorganismos, procedentes de un cultivo puro y de origenconocido. El laboratorio de microbiología debe mantener una colección demicroorganismos de referencia para utilizarlos en la verificación yvalidación de los medios de cultivo, reactivos, colorantes para tinción,y las pruebas de pruebas de sensibilidad a antimicrobianos (Rojo, 2010).Estas cepas se pueden obtener de:

De una colección nacional o internacional reconocida, como laAmerican Type Culture Collection (ATCC); la Nacional Collectionof Type Cultures (NCTC), entre otras. Además, estas cepas debentener certificados de calidad, con el fin de mantener la trazabilidad deesta (Rojo, 2010).

Mantenimiento de las cepas: las cepas de referenciadeben reconstituirse siguiendo las instrucciones del proveedor. Lascepas de reserva se pueden conservar mediante liofilización, ennitrógeno líquido o congeladas a temperaturas ≤ -50ºC en medios conagentes estabilizantes para la congelación. Según el documento M22-A3 enestas condiciones pueden mantenerse indefinidamente y a temperaturasentre –50ºC y –20ºC, se pueden conservar hasta un año (Rennie et al.,2006). Los viales deben identificarse con el nombre de la cepa,procedencia y fecha de congelación. Una vez descongeladas las cepas dereserva no se deben volver a congelar ni a reutilizar (Rennie et al.,2006). Las cepas de trabajo se obtienen por subcultivo de las cepas dereserva. Se deben conservar de 2-8ºC durante un máximo de un mes,siempre que se asegure su viabilidad. De las cepas de trabajo se puedenrealizar como máximo tres subcultivos, siempre que se conserve suscaracterísticas. Posteriormente, deben reemplazarse a partir de la cepade reserva congelada (Rennie et al., 2006). Cada vez que se use una cepade referencia, cepa de reserva o una cepa de trabajo, hay que comprobar,su pureza, morfología típica. Se recomienda un máximo de 5 repiques porcada cepa (Rojo, 2010). Las cepas deben testearse regularmente paraasegurar la eficiencia de la prueba y que los resultados se encuentrendentro de los límites especificados según el documento M100“Performance Standards for Antimicrobial SusceptibilityTesting” (Cockerill et al., 2012).

Escala de McFarland: la densidad del inóculo tambiénafecta el rendimiento del antibiograma. De hecho, los inóculos con mayorcarga bacteriana de la normatizada provocan diámetros de inhibiciónmenores, ocurriendo lo contrario cuando el inóculo es demasiado bajo(Rojo, 2010). La densidad del inoculo debe tener un patrón de turbidezBaSO4 del 0.5 de la escala de MacFarland que puede sercomparada con una suspensión bacteriana que contiene 1.5 x 108UFC/m. osu equivalente óptico (por ejemplo, suspensión de partículas de Látex) ofotometría (Cockerill et al., 2012). La escala de McFarland se preparade la siguiente manera: se coloca 0,5 ml de cloruro de sodio en unasolución de bario deshidratado al 1,175% en 99.5ml de ácido sulfúrico al1%. Esto se alícuota en tubos y se sella con cera. Se almacenan hasta 6meses a temperatura ambiente y en un sitio oscuro (Centers for DiseaseControl and Prevention, 2009). Comprobar la exactitud de laescala de McFarland con el uso de un espectofotómetro, la absorbancia dela longitud de onda a 625 nm, debe ser de 0,08 a 0,13 para obtener el0,5 de McFarland (Cockerill et al., 2012). Si no se dispone de unespectofotómetro, realizar 10 diluciones utilizando cepa control yrealizar el conteo en placa (Centers for Disease Control and Prevention,2009).

Agar Mueller Hinton: el documento “M2- A11Performance Standard for Antimicrobial Disk SusceptibilityTest” recomienda el uso del agar para la elaboración de laspruebas de susceptibilidad antimicrobiana:

El medio de cultivo debe tener las siguientes características:

En estudios realizados por el Clinical Laboratory StandardInstitute (CLSI), se determinó que el agar Mueller Hinton tieneuna excelente estabilidad, pues este puede durar alrededor de 10 añoscuando se almacena en frascos de vidrio sellados a temperatura ambientalcontrolada (Rennie et al., 2006). Los medios ya preparados, que tenganmás de 7 días y que no hayan sido almacenados adecuadamente en fundasplásticas, no deben utilizarse en la realización de las pruebas desensibilidad por desecación (Malbrán, 2001).

Reactivos: Medio de cultivo: Son sustanciashigroscópicas, sensibles a la humedad, el calor, y a la luz. Debe serhomogéneo, libre de flóculos. Si hay algún cambio de la aparienciafísica, descartar el medio. Se deben almacenar a temperatura ambienteentre 2-25ºC. Dependiendo del medio y su almacenamiento, los medios decultivo tienen una fecha de caducidad de entre 2 y 4 años (Clavell &Pedrique, 1992).

En el mercado existen los siguientes medios de cultivo:

Agua: La guía Mo6-A2 “Protocols forevaluating dehydrated Mueller Hinton agar”, recomienda que elagua utilizada en la elaboración del medio sea desionizada/ destilada(Rennie et al., 2006).

Cajas petri: es un recipiente de cristal o plástico,cuya base es de forma circular y sus paredes tienen un 1 cm de altura;su cubierta tiene la misma forma, pero con diámetro algo mayor. La cajaPetri se utiliza generalmente en los laboratorios de bacteriología, parael cultivo, aislamiento e identificación de microorganismos(QuimiNet.com, 2010).

Dentro de sus características:

La guía Mo6-A2 “Protocols for evaluating dehydrated MuellerHinton agar”, recomienda el uso de caja Petri de 150 X 25 mm dediámetro, en los cuales se deben dispensar 70 ml del agar preparado. Enlas cajas de 100 X 15 mm de diámetro se debe colocar de 25 a 30 ml delmaterial preparado (Rennie et al., 2006; Basu, 2005).

Balanza analítica: utilizada para medir pequeñas masas, ofrecevalores de precisión de lectura de 0,1 µg a 0,1 mg; debe ser colocada enuna superficie sólida, además de ser antimagnética y permanecer atemperatura ambiente (TP - Laboratorio Químico, 2012).

Autoclave: es un dispositivo que sirve para esterilizar material delaboratorio, utiliza vapor de agua a alta presión y temperatura.

Deionizador: es un equipo que permite la eliminación de Ionesinorgánicos presentes en el agua mediante el uso de resinas absorbentesde iones (González, 2010).

Potenciómetro-pH metro: se utiliza para determinar la concentraciónde iones de hidrógeno [H+] en una disolución. Las aplicaciones delinstrumento están relacionadas con el control de medios de cultivo,caldos y buffer (Villamil, 2005). Se utiliza para este propósito unelectrodo sensible a los iones. Este electrodo debe ser conservado enuna solución saturada de cloruro de potasio para evitar la pérdida deiones (Villamil, 2005). Cabinas de flujo laminar: Son equipos diseñadospara mantener el área de trabajo libre de partículas o probablescontaminantes. Emplean un ventilador para forzar el paso de aire através de un filtro HEPA (High Efficiency ParticulateAir) barriendo la superficie de trabajo. El filtro tiene unaeficiencia mínima de retención de partículas del 99.9%, cuando el tamañode estas es de 0.3 micrómetros. Se recomienda en la preparación demedios de cultivo o reactivos (Organización mundial de la salud [OMS],2005). Espátula, calculadora, probeta la misma que se utiliza para medirla cantidad de agua necesaria según las especificaciones del fabricante,Erlenmeyers o matraces. Conviene tomar como precaución ocupar solo lamitad del matraz, para evitar que el contenido salte y ensucie al tapónen el momento de la esterilización (Totora, 2007). Cubículo con luzultravioleta y sin corriente de aire, mesones en acero inoxidable,nivelados. Refrigeradores y nevera para el almacenamiento de los mediosde cultivo hasta su distribución (Ordoñez, 2014).

Personal: los análisis microbiológicos deben serrealizados y supervisados por personal que demuestre competenciatécnica, preferiblemente que tenga título superior en microbiología. Seadmitirán otras titulaciones siempre que el personal tenga experienciacomprobada relacionada con el trabajo en microbiología. Es necesario queel personal reciba la formación y entrenamiento adecuados para aprenderlas técnicas con las que se va a trabajar. La dirección del laboratoriodebe mantener registros de la formación y cualificación, de laexperiencia profesional y de la competencia de todo el personal.

Infraestructura: No se ha establecido un área parala preparación de medios de cultivo, ya que, en la actualidad, son pocoslos laboratorios de microbiología que preparan estos medios de manerarutinaria. Como norma general se requiere un lugar cerrado, estéril,libre de corrientes de aire. Es importante fumigar este sitiopreviamente con antibacterianos y antimicóticos, también se recomiendausar luz UV para esterilizar el ambiente y reducir al mínimo laposibilidad de contaminación de los medios de cultivo (Ordoñez,2014).

La Sociedad Española de microbiología recomienda que el área depreparación de medios de cultivo sea un área específica, próxima al áreade limpieza y esterilización, al laboratorio de bacteriología general yla zona de almacenamiento de medios (Alados, 2015).

Como norma general un laboratorio de microbiología debe disponer:

Almacenamiento de los reactivos utilizados en la elaboracióndel agar Mueller Hinton: Es necesario un área de almacenamientode los distintos materiales usados en el laboratorio de microbiología.La ubicación del área debería estar en un lugar adecuado que reduzca almínimo el desplazamiento del personal. Es importante disponer de unacámara fría (2–8ºC) o refrigeradoras, acorde con el número de muestrasque procese el laboratorio. Esta cámara fría debe contar con puertas deapertura hacia el exterior, sistemas de alarmas, estantería de materialresistente a la corrosión (Alados, 2015).

Parámetros de control de calidad del Mueller Hinton:El desempeño de los diferentes lotes del agar de Mueller-Hinton varíadebido a:

Determinación de cationes: La variación de cationesdivalentes principalmente Ca++ y Mg++ afectarán los resultados contetraciclina, colistín y aminoglucósidos frente a P. aeruginosa ATCC27853. La variación en la concentración puede desencadenar unadiversidad de resultados entre la sensibilidad y resistencia comoconsecuencia de los cambios de los agentes antimicrobianos a través dela membrana. Koneman (2008), propuso que el mecanismo por el cual laconcentración de cationes afecta la actividad de Pseudomona aeruginosa,frente a los discos mencionados, se debía principalmente a que loslipolisacaridos de la pared celular tienen uniones cruzadas con cationesdivalentes lo que le proporciona estabilidad.

Las tetracilinas necesitan atravesar las membranas de losmicroorganismos grampositivos como los gramnegativos, de ahí que paralograr esto, deben interactuar con el magnesio formando complejos(García-Álvarez, 2010). Los cationes actúan como cofactores para eldesarrollo del microorganismo en el medio, así cuando un microorganismocrece en medios escasos de cationes, aumenta la permeabilidad de lapared celular a los aminoglucósidos, lo que ocasiona una zona deinhibición mayor a la esperada, entendiéndose como falsasusceptibilidad. En cambio, cuando un microorganismo crece en medios conexceso de cationes presentará reducción de las zonas de inhibición,provocando falsas resistencias (Koneman, 2008). Las guías deClinical Laboratory Standard Institute (CLSI), indicanque la concentración de cationes debe mantenerse entre: Calcio: 20 a 25mg/l Magnesio: 10 a 12.5 mg/l. Estas recomendaciones son necesarias paraobtener resultados confiables sobre la sensibilidad antimicrobiana, puesse ha reportado casos en los cuales se ha debido incrementar la MIC deantibióticos como el colistin y la polimixicina contra la P. aeruginosa,debido a las grandes concentraciones de calcio y magnesio en el medio decultivo. Además, se han reportado casos en los que las altasconcentraciones de cationes divalentes causan interferencia con otrosantimicrobianos como son las flourquinolonas, y carbapémicos. En elestudio realizado por Girardello et al. (2012), “CationConcentration Variability of Four Distinct Mueller-Hinton Agar BrandsInfluences Polymyxin B Susceptibility Results”, evidenciaroncomo se detalla en la página 3 que las distintas concentraciones decationes en Mueller Hinton de distintas casascomerciales originaron diversos halos de susceptibilidad, el quemenos.

concentración de cationes tenía en su composición fue el de la MERK(Ca: 2.1 y Mg: 0.6) originando halos más grandes de lo esperado(Girardello et al., 2012). La concentración de cationes debe evaluarsecada vez que se comience un nuevo lote, si existen alteraciones de loshalos esperados se debe desechar el lote y comunicarse con el proveedor(Bazet et al., 2007).

Efecto de concentración de timina- timidina: Losmedios que contienen una excesiva cantidad de timina-timidina, puedenrevertir los efectos inhibitorios de las sulfonamidas, debido a que lasbacterias la utilizan como medio para sintetizar ácido fólico,produciendo halos de inhibición más pequeños de los esperados (Cockerillet al., 2012). Cabe indicar que un grupo de microorganismos requiere detimidina para su metabolismo, entre ellos se destacan Staphyloccoccusaureus, Proteus mirabilis, Escherichia coli, Salmonella Typhimurium yEnterococcus (Zhurbenko et al., 2010). Al agregar timidina fosforilasa osangre lisada de caballos al medio, puede mejorar la nitidez de loshalos y la confiabilidad de las pruebas en las que se utilizasulfonamidas y trimetoprima frente a patógenos comunes, excepto paraenterococos. Para evaluar la concentración de timidina se debe utilizarla cepa Enterococcus faecalis ATCC 29212 o la cepa E. faecalis ATCC33186 con un disco de trimetoprim (Cockerill et al., 2012). Laconcentración de timina-timidina, solo debe evaluarse con cada cambio delote (Bazet et al., 2007).

Medición de pH: el agar debe tener pH 7,2 - 7,4 atemperatura ambiente y debe determinarse después de su solidificación yesterilización. Para ello se debe trasvasar una pequeña cantidad delmedio de cultivo en una caja Petri, dejando enfriar hasta que segelifique, para luego medir el pH. Mantener el resto del agar preparadoen baño maría a 50ºC para que no se solidifique. Las correccionesnecesarias se realizarán agregando NaOH 1M o HCl 1M, según seanecesario. Se puede medir el pH utilizando cepas ATCC Escherichia Coli25922 con discos de gentamicina y tetraciclina, sin embargo, este métodoha quedado en desuso (Torrico, 2003). Si el pH es demasiado bajo,ciertas drogas (Aminoglucósidos, quinolonas y macrólidos serán menosactivas; mientras otras (tetraciclinas) tendrán mayor actividad. Si elpH es demasiado alto se esperarán los efectos opuestos. El pH actúasobre la polaridad de los antibióticos (Herrera, 1999). Se ha estudiadoel efecto del pH sobre la sensibilidad in vitro de los fármacos. Unclaro ejemplo son los aminoglucósidos, sustancias de carácter básico,los mismos que son inhibidos a pH ácidos (Molina et al., 2009). Losaminoglucósidos requieren para ejercer su efecto, atravesar la membranacelular utilizando transporte de electrones. Sin embargo, existeresistencia si hay disminución de pH, cationes, hiperosmolaridad oanaerobiosis (Vives, 2004). La determinación del pH debe realizarse cadavez que se prepare el medio de cultivo (Bazet et al., 2007).

Medición de grosor: La altura del agar recomendada:3,5 a 4,5 mm, esto corresponde a 60 - 70 ml de agar para placas de 150mm de diámetro interno y de 25 a 30 ml para las de 100 mm de diámetrointerno. Se demostró que, con volúmenes mayores o menores de agar, laprueba pierde reproducibilidad ya que pequeñas variaciones tienenefectos significativos (Malbrán, 2001). Un agar delgado, permite unamejor difusión de los antibióticos produciendo una falsa sensibilidad,pero también un agar con más de 4 mm de profundidad puede producir unadisminución en la migración (difusión) del antibiótico con laconsiguiente falsa resistencia (Chamorro & Zárate, 2008). El grosordel agar debe medirse cada vez que se prepara el medio de cultivo (Bazetet al., 2007).

Control de esterilidad: Los medios de cultivo yasean enriquecidos, diferenciales o selectivos deben estar estériles,porque ellos son la fuente nutricional para las bacterias. La prueba deesterilidad tiene como fundamento la detección de formas viables demicroorganismos, en medios de cultivo (Ordoñez, 2014). Se debe controlarla esterilidad en una muestra representativa, del lote, se analiza el 5%del lote, cuando se recibe una tanda de hasta 100 unidades y un máximode 10 unidades en lotes mayores (Forbes, 2009). Si existe una mínimacontaminación (1-2 colonias), se debe revisar el procedimiento depreparación; si la contaminación es notoria se debe descartar el lote(Bazet et al., 2007).

La frecuencia de control debe ser diaria si se adopta la técnica porprimera vez o si existe algún cambio en el procedimiento, una vez que latécnica sea exacta y reproducible, se puede pasar a una frecuenciasemanal (Malbrán, 2001). Para cada combinación antibiótico/organismo,sólo 3 de 30 resultados consecutivos puede estar fuera del rangoaceptable (intervalo de confianza del 95) (Rojo, 2010).

Cualquier diámetro de inhibición, diferente al valor esperado noshará sospechar de una contaminación o de una mutación. En este últimocaso se debe reemplazar la cepa de trabajo por un nuevo subcultivo de lacepa de reserva o de referencia (Cockerill et al., 2012).

Cambio de la prueba diaria a la prueba semanal(demostración de comportamiento adecuado) Pruebe todas las cepas decontrol de calidad correspondientes diariamente, por el término de 30días y documente los resultados. Para pasar de control diario a semanal,no más de 1 de 20 o más de tres de los 30 valores de zonas de diámetroobtenidos diariamente se pueden encontrar fuera de los rangos aceptablespara cada combinación drogamicroorganismo (Cockerill et al., 2012).

Implementación del control de calidad semanal, sepuede pasar al control de calidad semanal sólo cuando se ha documentadoun comportamiento satisfactorio de control de calidad diario. Continuarcon el control de calidad una vez por semana y cuando se cambie algúnreactivo involucrado en el procedimiento (por ej. nuevo lote de agar, onuevo lote de discos del mismo o distinto fabricante) Si alguno de loscontroles de calidad semanales está fuera del rango aceptable serequiere una acción correctiva Si se adiciona un nuevo agenteantimicrobiano, este debe ser probado por 30 días consecutivos y se debedocumentar el correcto comportamiento, previamente a que este se puedacontrolar semanalmente. Además, se requiere la prueba de 30 díasconsecutivos si se realiza un cambio importante en el método para leerlos resultados (Cockerill et al., 2012). Para medir el diámetro de cadahalo de inhibición lo más cercano a 0,1 mm con calibradores (VERNIER),colocado contra la parte posterior del plato que se ilumina con la luzsobre el plato y con una superficie oscura no reflectante. El platopuede estar colocado sobre una superficie oscura no reflectante demanera que la fuente de luz se encuentre sobre y detrás a unos 45º enoposición al lector (Rennie et al., 2006).

Se realizó un estudio operativo no experimental pre y postevaluatorio con la finalidad de Implementar un proceso de capacitaciónacerca de la preparación y control de lotes del agar Mueller Hinton parala mejora de las características técnicas de los lotes a preparar y eldesempeño del agar frente a cepas ATCC Enterococcusfaecalis ATCC 29212, Pseudomonas aeruginosaATCC 27853, aplicando la guía M6-A2, M02-A11 del ClinicalLaboratory Standard Institute (CLSI).

El Universo del presente estudio estará constituido por la totalidadde los agares Mueller Hinton preparados según la norma ClinicalLaboratory Standard Institute (CLSI), Mo6-A2 “Protocolsfor evaluating Dehydrated Mueller Hinton Agar”, y M02-A11“Performance Standards for Antimicrobial Disk SusceptibilityTests”; en el Hospital General de las Fuerzas Armadas delEcuador y en el Hospital Pablo Arturo Suárez.

Dado que la presente investigación se basa en la aplicación de laguía Clinical Laboratory Standard Institute (CLSI),Mo6-A2, Protocols for evaluating Dehydrated Mueller HintonAgar, se requiere 30 replicaciones por cada agenteantimicrobiano según la cepa ATCC a probar. Es necesario realizar 200réplicas en el Hospital General de las Fuerzas Armadas del Ecuador y enel Hospital Pablo Arturo Suárez, para el control del pH, espesor,esterilidad, control de cationes y de timina- timidin

Las variables cualitativas se expresarán en porcentaje con surespectivo intervalo de confianza al 95%, mientras que las variablescuantitativas se expresaran en promedio y desvió estándar. Para elanálisis inferencial se 33 utilizará una Prueba de McNemar, seconsiderará un error de inferencia del 5% (p<=0,05). Los datos seránprocesados en el programa estadístico SPSS versión educativa.

El presente estudio respetará las normas éticas de investigación conla Declaración de Helsinki mediante el cual se respeta laconfidencialidad de la información obtenida, al tratarse de un estudiooperativo no experimental pre y post evaluatorio de una intervenciónadministrativa no requiere de un consentimiento informado

Se estableció el grado de cumplimiento de condiciones deinfraestructura, insumos y materiales para la elaboración del agarMueller Hinton en los laboratorios del Hospital General de las FuerzasArmadas del Ecuador y en el Hospital Pablo Arturo Suárez de la ciudad deQuito. Paralelamente, se evaluó el grado de conocimientos acerca de larealización del agar Mueller Hinton y el impacto de una intervencióneducativa sobre los mismos. La tabla 1 muestra el grado de cumplimientode los requerimientos de infraestructura, insumos y materiales de cadacasa de salud intervenida, el porcentaje de requerimientos cumplidospara el Hospital General de las Fuerzas Armadas del Ecuador fue del 64%(16/24), en tanto que en el Hospital Pablo Arturo Suárez se cumplieronel 68% (17/24).

Para el componente de conocimientos relativos a la elaboración delagar Mueller Hinton y su control de calidad, se evaluaron a un total de8 operadores, de los cuales 5 fueron del Hospital General de las FuerzasArmadas del Ecuador y los restantes del Hospital Pablo Arturo Suárez,con una mediana de años de trabajo en el servicio para la muestrageneral de 6.5 años (Rango: 1 – 32 años), siendo para los profesionaldel Hospital General de las Fuerzas Armadas del Ecuador una mediana de 3años (Rango: 1 – 32 años), en tanto que para el Hospital Pablo ArturoSuárez la mediana fue de 7 años (Rango: 6 – 10 años). Todos los sujetosfueron sometidos a una evaluación previa de conocimientos relativos alos parámetros de control de calidad del agar Mueller Hinton, a partirde la cual se diseñó una intervención educativa. Para lo cual se utilizóuna Prueba de McNemar (p no aplicable). Los resultados por ítemconsultado en el pre y post-intervención se muestran en la tabla 2.

El comportamiento de la adecuación de los criterios técnicosrelacionados con el cumplimiento de requisitos en base a la normativaMo6-A2 “Protocols for evaluating dehydrated Mueller Hintonagar”, en el pre y postintervención, se presentan en la tabla3. Se utilizó una Prueba de McNemar (p no aplicable).

El Control de calidad tiene por objeto la verificación de laprecisión y exactitud del proceso analítico, el funcionamiento de losreactivos y equipos utilizados, la competencia profesional del personalque realiza la prueba, este concepto se aplica a todo el laboratorio,incluyendo el área de microbiología, por lo que es imprescindiblerealizar control de calidad a los distintos insumos utilizados. Uno deestos insumos es el agar Mueller Hinton, el cual es el medio másempleado en el área de microbiología y universalmente recomendado parala elaboración de las pruebas de susceptibilidad antimicrobiana. Esterequiere, una realización minuciosa siguiendo las normativasinternacionales, además de necesitar controles de calidad frecuentes.Esto fue claramente demostrado en el estudio multicéntrico realizado porEricsson & Sherris (citado en Rennie et al., 2006): “Sensibilidadantimicrobiana en el agar Mueller Hinton y otros agares”, en el cualevidenciaron que la falta de control de calidad provocó la variación delos resultados obtenidos en las pruebas de susceptibilidad.

Se realiza un estudio operativo no experimental pre y postevaluatorio, en el laboratorio de microbiología de dos hospitales en laciudad de Quito, el Hospital General de las Fuerzas Armadas y elHospital Pablo Arturo Suárez, debido a que en los mencionados preparansus propios medios. Se utiliza en un check list parainfraestructura, insumos y recursos tomado de la guía “Instrumentos parala evaluación de laboratorios OMS”, guía Clinical LaboratoryStandard Institute (CLSI), Mo6-A2 “Protocols forevaluating dehydrated mueller hinton agar” y la guíaPerformance Standards for Antimicrobial Disk SusceptibilityTests.

En este estudio participaron 5 licenciados de laboratorio clínico,que trabajan en el Hospital General de las Fuerzas Armadas y que cuentancon un promedio de experiencia de 3 años (1-32 años), y 3 licenciadas enlaboratorio clínico que trabajan en el Hospital Pablo Arturo Suárez,este personal cuenta con un promedio de 7 años de experiencia (6-10años). Este dato es importante ya que se evidencia que, a pesar de laexperiencia obtenida a lo largo del tiempo de trabajo, existíanimportantes vacíos en cuanto a la elaboración del medio y su control decalidad, debido a la falta de capacitación continua y al trabajorutinario. Al realizar el diagnostico situacional se encontró uncumplimiento del 64% en el Hospital General de las Fuerzas Armadas y un68% de cumplimiento en el Hospital Pablo Arturo Suárez, esto se debe afalta de instalaciones e instrumental adecuado, prácticas debioseguridad que han quedado en desuso y falta de capacitación. Estasvariables afectan la elaboración y el control de calidad del medio decultivo, así la falta de instalaciones adecuadas, como la presencia deuna mesa desnivelada provoca una inclinación del agar lo que ocasionavariaciones en el espesor de los 4 cuadrantes de este. La OrganizaciónPanamericana de la Salud recomienda una mesa estable y bien nivelada,para evitar los inconvenientes anteriormente identificados, si bien estefenómeno no ha sido muy estudiado en el área de laboratorio, en estudiosrealizados en otras industrias quedo claramente establecido que laprincipal causa de productos defectuosos se debe a lo anteriormentemencionado (Patel et al., 2016). Para evitar esta variación en elespesor del agar se utiliza una mesa nivelada de acero inoxidable. Lafalta de instrumental puede generar errores al momento de realizar elcontrol de calidad así al no disponer de un phmetro o que se encuentreen desuso o descalibrado, puede provocar errores en las pruebas desensibilidad antimicrobiana. En estudios realizados en España, estadosUnidos, y otros países, se identifica que un medio acido provoca falsasresistencia en fármacos como aminoglucósidos, quinolonas y macrólidos,los mismos que son de uso diario. Un mal mantenimiento del phmetrogenera daños en el equipo y falsas lecturas; es recomendable mantener elelectrodo en una solución saturada de cloruro de potasio, con el fin deevitar la pérdida de iones. Para evitar esos problemas encontrados seutiliza un phmetro nuevo y calibrado. El agar debe ser preparadosiguiendo las especificaciones del fabricante, con medidas específicasde ahí que se debería utilizar dispensadores del medio, estos sondispositivos pertenecientes a la familia de las pipetas, estos permitenla distribución de volúmenes predeterminados. De lo anteriormenteexpuesto se podría deducir que su uso reduciría la variación en elespesor. El agua es uno de los principales elementos utilizados en lapreparación del medio, el Clinical Laboratory Standard Institute(CLSI), Mo6-A2 “Protocols for evaluating dehydratedMueller Hinton agar”, recomienda el uso de agua destilada, esimportante que todo el personal involucrado en el laboratorio conozca siel destilador se encuentra en buenas condiciones, además de tener losmantenimientos adecuados, debido a que cambios en la composición delagua alteran parámetros del medio como el pH, de ahí que se deberealizar controles y mantenimientos al destilador con el fin de evitarvariaciones que podrían alterar los resultados emitidos. Es importanterecordar que el área de elaboración de medios de cultivo es un áreacrítica y estéril de ahí que, cualquier contaminante puede invalidar losresultados emitido. El Clinical Laboratory Standard Institute(CLSI), recomienda el uso de cabinas de flujo laminarexclusivas para la elaboración del medio con el fin de reducir al mínimola contaminación del medio. El Dr. Willis Withfield et al. (citado enPérez & Sánchez, 2010), comprobaron que al utilizar una cabina deflujo laminar reducía la contaminación relativa mil veces. Se evidencianprácticas de bioseguridad que han quedado en desuso como el pipeteobucal, debido al riesgo de contagio de enfermedades (Pérez &Sánchez, 2010). Esto fue demostrado en un estudio publicado por Sulkin& Pike (citado en Pérez & Sánchez, 2010), en 5000 laboratorios,en el cual se observó casos de tuberculosis, turulemia, y brucelosisasociadas al pipeteo bucal e incluso se notificó un 3% de muertesasociadas a esta práctica. De ahí que, se debe suspender, el pipeteobucal (Cerra et al., 2013). Posteriormente se evalúa el grado deconocimiento, pre y post capacitación, de los 8 profesionales de lascasas de salud, intervenidas en cuanto a parámetros de control decalidad. Se encuentra en la pre -capacitación resultados de un 25% deconocimientos efectivos referentes al pH, su medición y sus efectos enel medio, un 50% en cuanto a la concentración de timina-timidina y suefecto, 25% en la concentración de cationes y su efecto, 12,5% en cuantoal espesor el medio. Posterior a la capacitación se obtuvo una mejoríadel 100%. Estos resultados se podrían extrapolar a los resultadosobtenidos en un estudio realizado por Céspedes (2009), respecto al“Impacto del proceso enseñanza-aprendizaje sobre la calidad dellaboratorio clínico”, en el cual se evidencio un 99,9% de mejoría de losparámetros aplicados tras la capacitación. Seguidamente se valoró en lapráctica el control de calidad aplicado a los medios, realizando 30réplicas de cada parámetro, encontrando que en promedio el pH aceptableen los dos hospitales fue de 30%, el espesor aceptable fue de 23,3%,control de cationes aceptable fue de 61,7%, concentración detimina-timidina 66,7% y esterilidad fue de 48,3%, posterior a lacapacitación e intervención los resultados fueron del 100% deaceptabilidad.

Se podría pensar que el porcentaje obtenido en cuanto a laconcentración de cationes podría deberse a variabilidad en laconcentración del medio. Estudios realizados por Girardello et al.(2012), demostraron que los medios con concentraciones más bajas decationes a las recomendadas por el Clinical Laboratory StandardInstitute (CLSI), generan halos más grandes de las esperadas,esto sucede sobre todo con medios marca MERCK, sin embargo, en las casasintervenidas se utilizan medios marca BD, los cuales tienen lasconcentraciones exactas del medio. Es importante recordar que el espesorpuede variar el tamaño de los halos inhibición. Se observa que en lamayoría de los casos los medios tenían 7 mm de espesor y se encontrabandesnivelados. Existen estudios en los cuales se ha observado que elespesor del agar afecta el tamaño del halo de inhibición de ahí que unmedio con un diámetro mayor a lo esperado genera falsas resistencias, encambio un medio de menor tamaño genera falsas sensibilidades.