Development of a b=
ioactivador
from a microbial consortium of genres: pseudomonas spp., paecilomyces
spp. and trichoderma spp. as a possible reactivador of eroded soils.
Recibido: 05-07-2017 / Revisado: 17-0=
9-2018
Aceptado: 20-10-2018/ Publicado: 28-11-2018
Abstract. =
A descriptive, correlational and experimental
investigation was carried out in the Cacha Pari=
sh,
Province of Chimborazo; with the aim of developing a b=
ioactivator
formed by a microbial consortium with the genera Pseudomonas spp, Paecilomyces spp, Trichoderma spp, to
reactivate eroded soils. To do this, the physical, chemical and microbiolog=
ical
characteristics of the eroded soil of the area under study were determined.=
The
interaction between strains of Pseudomonas spp,=
Paecilomyces spp and Tric=
hoderma spp was finally isolated and evaluated for the elabor=
ation
of a bioformula. The study population consisted=
of
the nine communities most affected by the erosion problems that are mainly
dedicated to agricultural production, selecting a sample of 1 kg of soil fr=
om
each of the most affected communities. It was concluded that the soil of th=
e Cacha Parish, Province of Chimborazo does not have the
optimum physicochemical conditions for the proliferation of microorganisms =
in
the soil, so it can be considered essentially arid. In this sense, the
application of the bioactivator elaborated from=
a
microbial consortium of 37.5% of Trichoderma spp., 37.5% of Paecilomyces
spp. and 25% of Pseudomonas spp. had raised the indicators of fectility in the area under study.
Keywords:
Bioactivator, Erosion, Microorganisms, Fertility, Soil.
Resumen.
Se realizó una investigación
descriptiva, correlacional y experimental
en la Parroquia Cacha, Pro=
vincia
de Chimborazo; con el objetivo de elaborar un bioactiv=
ador
formado por un consorcio microbiano con los géneros Pseudomonas spp, P=
aecilomyces
spp, Trichoderma
Palabras Claves:
Bioactivador, Erosión, Microorganismos, Fertilidad, Suelo.
Introducción.
La Parroquia Cacha perteneciente a la provincia de
Chimborazo, está conformada por 23 comunidades que se dedican principalment=
e a
la producción agrícola. Es una de las nacionalidades indígenas del Ecuador,
pueblo milenario de la nacionalidad Puruhá,
tierra y cuna de los reyes Duchicelas que gober=
naron
la nación Puruhá desde antes de la llegada de l=
os
CarasShyris.
Esta región tiene una zona rural =
con
gran cantidad de áreas enfocadas para el cultivo. Según el INEC (2000), exi=
sten
740 000 ha de superficie dedica=
das a
la producción agropecuaria, donde la mayor parte está ocupada por cultivos;
encabezando la lista está la papa con una cobertura del 58% de la superfici=
e de
cultivo a nivel zonal, seguida por el tomate de árbol (39%), el maíz suave =
en
choclo (35%), maíz suave seco (25%), cańa de azúcar (19%), arveja (18%), fr=
éjol
seco (12%), plátano (11%), café (6%), cacao (3%) y maíz duro seco (1%). A e=
stos
productos se agregan aquellos que corresponden al sector agroexportador, co=
mo
son las flores, el brócoli y la alcachofa.
Hace
décadas, el suelo era productivo y rico en nutrientes y se podía sembrar
cebada, papas, maíz, etc. Sin embargo, en la actualidad solo crecen árboles=
de
eucalipto y pino. Se cree que por esta pérdida de nutrientes en el suelo las
actividades agrícolas han disminuido e incluso se observa el abandono de es=
tos
terrenos.
Por otra parte, debido a la práctica del monocultivo en ciertas áreas de Chimbo= razo se cree que con el tiempo podría causar la erosión del suelo. Por tanto, en aras de estimular una agricultura sostenible, es importante elaborar estrategias que permitan, en la medida en que se hace uso de las bondades q= ue ofrece la tierra, mantener los niveles de nutrientes en un estado óptimo. <= o:p>
Existen
múltiples estrategias en la actualidad que posibilitan el mantenimiento de =
los
nutrientes en áreas de cultivos. En la agricultura moderna se aplican altos
niveles de fertilizantes minerales y otros agroquímicos. Aunque el uso de e=
stos
insumos presenta ventajas inmediatas en el rendimiento de los cultivos, se
conoce que el uso de estos en cantidades excesivas puede afectar negativame=
nte
la calidad y productividad de los suelos agrícolas. Debido a esta situación=
, el
uso de microorganismos benéficos ha cobrado importancia como alternativa a =
la
fertilización química.
Las
bacterias promotoras del crecimiento de las plantas (PGPB) favorecen el
crecimiento de las mismas a través de diferentes mecanismos, el más importa=
nte:
la fijación biológica de nitrógeno.
Los
microorganismos fijadores de nitrógeno, solubilizadore=
s
de fósforo y potasio se encuentran ampliamente distribuidos en gran diversi=
dad
de suelos y cultivos agrícolas, sólo que algunos muestran mayor actividad q=
ue
otros y sólo algunas especies pueden ser empleados en la formulación de
biofertilizantes con aplicación agrícola.
Una
fuente favorable de material microbiano para inoculación son las PGPB para =
uso
agrícola (tales como Azospirillum
sp, Pseudomonas sp,=
y Bacillus sp) y hongos=
MA
(micorrizas arbusculares). Muchas plantas nativ=
as
responden positivamente a la inoculación mejorando su crecimiento. Sin emba=
rgo,
aquellos microorganismos nativos que crezcan y sobrevivan en suelos con alta
dureza son mejores candidatos para inocular las plantas nativas.
Las
especies del género Trichoderma son los antagonistas más utilizad=
os
para el control de enfermedades de plantas producidos por hongos, debido a =
su
ubicuidad, a su facilidad para ser aisladas y cultivadas, a su crecimiento
rápido en un gran número de sustratos y a que no atacan a plantas superiore=
s.
En
el presente estudio se evalúa la posibilidad de elaborar un bioactivador
formado por un consorcio microbiano de
Pseudomonas spp, Paecilomy=
ces
spp y Trichoderma spp con e=
l cual
mejorará la calidad del suelo erosionado de la Parroquia Cacha, provincia de
Chimborazo.
Se
realizará una caracterización física, química y microbiológica del suelo, a=
sí
como una evaluación de las interacciones entre el consorcio microbiano que
permita su correcta disposición para el preparado del =
bioactivador.
Importancia del problema.
De
acuerdo con observaciones en el área estudiada, se evidenció como el suelo
mostró aridez visiblemente, además de escasas especies vegetales, en varias
comunidades incluso se observó evidencias de movimientos de tierra, lo que
provoca inestabilidad en terrenos, aparecimiento de grietas, así como el
cuarteamiento de algunas viviendas, posiblemente por el mencionado movimien=
to
de tierras.
Las
comunidades que se encuentran a mayor altura tienen mayor cantidad de probl=
emas
ya que no cuentan con un sistema de riego, solo están a expensas de las agu=
as
de lluvia.
Los
estudios realizados en la última década han mostrado la existencia de la
práctica del monocultivo, en el área objeto de estudio, lo cual ha provocado
una erosión calamitosa de este suelo. Surge la necesidad de que esta zona s=
ea
recuperada para mejorar la producción agrícola que impulsa económicamente al
sector, si es que se concluye que el bioactivador
recupera los suelos erosionados.
Además,
existen varios estudios donde se ha utilizado microorganismos benéficos y ha
cobrado importancia como alternativa a la fertilización química, como las c=
epas
de bacterias (Pseudomonas fluorescens) y hongos capaces de solubilizar fósf=
oro (Paecilomyces lilacinus=
) y
movilizar potasio (Trichoderma harzianum=
)
que han aportado significativamente a la recuperación del suelo. Al consumarse la relación
planta-microorganismo se puede reducir la degradación de los suelos y optim=
izar
el retorno de energía a los sistemas de producción
La
presente investigación pretende aumentar la producción en la parroquia medi=
ante
la aplicación del bioactivador, incluso esta té=
cnica
se podría incluir en el plan nacional del buen vivir, para que se refuerce =
el
sector productivo y se mejore la seguridad alimentaria del país.
Se realiza una investigación
descriptiva, correlacional y experimental <=
/span>en el área determinada =
de
suelo erosionado de la Parroquia Cacha: un área de 1091,53 hectáreas. Para =
ello
se agrupa a 9 comunidades que se dedican principalmente a la producción agr=
ícola,
y han sido las más afectadas por los problemas de erosión. Donde se selecci=
ona
1 Kg de muestra de suelo de cada una de estas regiones Para el tamańo total de la misma se toman en cuenta solamente 9
comunidades de las más afectadas por la erosión y una no afectada para tene=
r un
nivel de comparación en la Tabla 1 se puede evidenciar la superficie en Ha =
de
cada comunidad seleccionada y el total de Ha en agrupación.
El tipo de
variables se describen en la Tabla 2
La
Parroquia Cacha se encuentra en la Provincia de Chimborazo, Cantón Riobamba,
está ubicada a 11 km al este de la ciudad de Riobamba. Latitud: -1,7000,
Longitud: -78.6667. Se identificó la localización y los puntos de muestreo =
en
el suelo, según la susceptibilidad a movimientos de masa, informe presentado
por el GAD de la Parroquia Cacha, 2015.
Se
toman 38 muestras compuestas por las 1091,53 ha del área identificada. Se realiza muestreo compuesto al azar en las nueve
comunidades, 4 muestras por las 8 comunidades afectadas y 6 por la comunida=
d no
afectada. Cada muestra conteniendo de 300 a 500 g y tomadas a una profundid=
ad
de 20 a 30 cm, ya que en esta profundidad se encuentra la mayor abundancia y
actividad microbiana
Las
muestras fueron conservadas a 4°C hasta su procesamiento.
Se
realizan los análisis físico-químicos de las muestras tomadas in situ. Los
análisis fueron realizados con una sonda la cual mide pH, Temperatura y
Humedad. Estos parámetros fueron caracterizados en las 38 muestras.
En
cinco días se organizó a los presidentes de cada comunidad para dividir los
días de muestreo. Dos comunidades por día y una el quinto día.
Además,
se analiza en el Laboratorio de Servicios Ambiental de la Universidad Nacio=
nal
de Chimborazo los nutrientes de las muestras tomadas: Carbono, Nitrógeno
Fósforo y Potasio iniciales. Con estos parámetros se calculó las relaciones
Carbono/Nitrógeno, NPK y porcentaje de Materia Orgánica.
Para la diluci=
ón
de la muestra se pesa 10 g de la muestra de sue=
lo
homogenizada, en un Erlenmeyer de 250 mL estéri=
l se
colocó 10 g de suelo, se diluyó con 90 mL de ag=
ua estéril,
con esto se logró una dilución 10-1.=
Se prepara 5 tubos de ensayo
estériles con un volumen mínimo de 15mL, con 9 mL de
agua estéril, rotulados desde 10-2 hasta 10-6. Con pu=
ntas
estériles y una micropipeta de volumen 1000ľL, se lleva 1mL de la solución =
10-1
al tubo de ensayo 10-2, se desecha esta punta y con una nueva se
tomó 1 mL del tubo 10-2 y se lleva a=
l tubo
10-3, este proceso se repite hasta el tubo 10-6.
En cajas pet=
ri
con agar nutritivo se coloca 0,1 mL de las dilu=
ciones
10-2 hasta 10-6 y se realiza siembra en superficie,
extendiendo todo el volumen colocado en el agar cuidadosamente con la ayuda=
de
una varilla de vidrio doblada en L previamente esterilizada a la flama del
mechero y enfriada.
Para el recuento de heterótrofos se realizan
diluciones seriadas con la muestra tomada en cada punto, en caja por superf=
icie
por repetición. Se realizan diluciones seriadas hasta la concentración 10
Para las pruebas de antagonismo se utilizan los ho=
ngos
Trichoderma spp. =
y Paecilomyces spp
previamente cultivados en medio PDA y cultivados durante siete días a 28°C.=
Los
aislados bacterianos de Pseudomonas=
se siembran cada uno en caldo nutritivo durante 24 horas, en condiciones de
agitación a 150 rpm y temperatura de 30°C como describe Tejera, et al.
(2012). La concentración celular se ajustó a 108
cel./mL, tomando como referencia un tubo de
referencia a la escala McFarland
Se siembra con la técnica de cultivo dual como
describe en su metodología Macedo C., et al. (2012) en el un extremo un bocado de los
hongos previamente cultivados con un diámetro de 0,5 cm y en el otro extrem=
o se
inoculo 10uL-1 de las bacterias ajustadas a la escala de McFarla=
nd.
Fueron sembradas en medio PDA, incubadas a 28°C durante 7 días, haciendo un
control del diámetro de crecimiento cada 24 horas.
El
porcentaje de inhibición se calcula con la Ecuación 2-2, como indica en su
metodología Ortíz M., et al. (2013)=
:
=
Ecuación:
2.
Cálculo del porcentaje de inhibición.
Donde I =3D Porcentaje de inhibición en el
crecimiento del micelio.
R1 =3D Crecimiento radial del patógeno sobre el=
lado opuesto,
evaluado en la caja Petri
R2 =3D Crecimiento radial del patógeno en
enfrentamiento
Se midió el grado de inhibición, utilizando la
escala que se ha empleado en estudios de micoparasitis=
mo
de Trichoderma=
contra fitopatógenos como indica la escala de Ezziyyan=
i
et al.., (2004) (Véase Tabla 7-=
2).
Mediante observaciones macroscópicas de las placas con los cultivos duales:
Se realiza un conteo de esporas que hay en el área=
de
cada caja Petri de Trichoderma y Paecilomyces, para esto se utiliza la metodología descrita por Cańedo (2004, p.
41):
Se prepara una suspensión de =
conidias
en agua destilada y con Tween 80 al 0,1%. En es=
te
caso se rasparon las cajas con un asa y se agrega 10mL de la solución Tween, la suspensión se filtró a través de una malla =
o gasa
para eliminar grasa o el agar o restos de micelio
Para el conteo de esporas se utiliza la formula y =
la
forma de conteo de la cámara utilizada en este caso la Cámara de Neubauer.
Gilchrist et al (2005), citado =
en
Para conocer el número de levaduras/mL se aplica la siguiente ecuación:
Ecuación: 3. Cálculo para conocer=
el
número de levaduras.
La suma de levaduras de los Grupos 1 al 5 nos resu=
lta
el valor de X levaduras. La cámara de Neubauer contiene 16 cuadros este núm=
ero
viene a ser el valor de Y cuadros. El # de cuadros de la cámara de Neubauer=
es
de 400 cuadros útiles y tiene un volumen útil de 0,1 mm3
El inóculo de Trichoderma spp y Paecilomyces
La suspensión resultante se utiliza para realizar =
el
recuento de conidios en cámara de Neubauer y por con siguiente en un Erlenm=
eyer
de 1000 mL, se inocula el 10% (v/v) de esta
suspensión con concentración de conidios en 200 mL de
caldo nutritivo. Cultivado durante 3 días a una temperatura de 25°C.
Se prepara los aislados bacterianos de Pseudomonas spp.
en caldo nutritivo durante 24 horas, en condiciones de agitación a 150 rpm y
temperatura de 30°C como describe Tejera, et al.
(2012). La concentración celular se ajusta a 108
cel./mL, tomando como patrón un tubo de referen=
cia a
la escala McFarland
Para el sustrato se utiliza arroz, melaza y agua
destilada gracias al estudio de Chávez-García, et
al. (2013), siendo este uno de los mejores tratamientos para la producción =
de
hongos biocontroladores. En los tratamientos que se emplea la melaza mencio=
nan
que es un medio rico en nutrientes y por lo tanto, facilita el crecimiento =
de
diferentes microorganismos, lo que en este estudio favorece a la microflora=
del
suelo.
En fundas de propileno se coloca 53% (p/p) de arroz, 10%(=
p/p)
de melaza y 37% (p/p) de agua destilada. Todo esto en 1 Kg de mezcla.
Posteriormente se sella parcialmente, se autoclava a 115°C, 1 bar de presió=
n y
durante 15 minutos.
Se inocula 20 mL de cepa. Las soluciones de Trichoderma, Paecilomyces y Pseudomonas se ajustaron a 75% de =
hongos
y 25% de bacterias. Es decir: 37,5% de Trichoderma
spp., 37,5% de Paecilomyces spp=
. y
25% de Pseudomonas spp. Se sell=
aron
las fundas herméticamente y se incubaron en una cámara adaptada con lámparas
fluorescentes como se muestra en la Figura 7-2 en períodos alternnos
luz-oscuridad a 35°C, durante 10 días.
Los preparados realizados anteriormente se inocula=
ron
directamente en el suelo. Se prepararon macetas para las pruebas como muest=
ra
la Figura 8-2, con 1 kg entre las muestras de suelo y el bioactivador,
con concentración de 90% (p/p) de muestra y 10% (p/p) de bioactivador.
Se homogeniza toda la mezcla y se coloca en un lugar que se adapte a
condiciones naturales. Diariamente se controla pH, Humedad y Temperatura. Se
realiza un control de descomposición de la materia orgánica a los quince dí=
as
por observación.
El suelo es una mezcla de diferentes tamańos de
partículas de roca y ocasionalmente puede tener materia orgánica, con esto =
se
sabe la cantidad de arena, cieno y arcilla. Con estas cantidades se pudo sa=
ber
la cantidad de agregados que hay en el suelo lo que influye en los
microorganismos. Coyne (2000, p. 138) menciona que los
microorganismos suelen ser más numerosos en los horizontes del suelo ricos =
en
ciento y arcilla, que en capas arenosas intermedias.
Para esto se siguió la metodología de Duque Escobar &a=
mp;
Escobar P., (2016, pp. 48-70): Se seca el suelo al aire y se hizo pasar por=
una
serie de tamices, de aperturas diferentes, decrecientes y conocidos, de arr=
iba
hacia abajo. Empieza el tamizado en el tamiz de mayor apertura y termina en=
una
base al final de igual tamańo que los demás tamices y recibe el material más
fino. Ademas se tapa todo el juego de tamices para evitar la pérdida de fin=
os.
Con un agitador mecánico se sacude el juego de tamices y se pesa por separa=
do
el suelo retenido en cada malla, para sacar el porcentaje de los diferentes
diámetros y se compara con la clasificación europea del tamańo de particula=
s.
Para conocer el índice de germinación se sigue el
procedimiento de Gavilanes Terán (2014): <=
/span>se pesa 10g de
muestra y se le ańade 15 mL de agua destilada, a esta solución se deja 30
minutos en reposo. Pasado el tiempo se le ańade 67,5 mL de agua y se agita.=
Se
filtra al vacío en matraces buckner con un papel filtro de 0,45 micras. Se =
toma
5mL de muestra que se coloca sobre una caja petri con papel filtro y 8 semi=
llas
de rábano. Por cada muestra se realiza 10 repeticiones. Se tapan las cajas =
con
papel aluminio para evitar que se sequen y se incuban a 28°C. Después de 48
horas se sacaron las cajas de la estufa y se ańade 1 mL de alcohol al 50% p=
ara
inhibir el crecimiento. Se conta las semillas que germinaron y se mide la
longitud de la raíz con el pie de rey (véase Figura 10-2). Este procedimien=
to
se realiza para las muestras sin bioactivador y con bioactivador, es decir =
18
muestras y el porcentaje de crecimiento de la raíz %L y el
índice de germinación (IG), que se obtiene con la siguiente formula: IG=3D =
(%G x
%L) / 100
Se
envia las muestras aplicado el bioactivador
después de 15 días de tratamiento para el análisis del porcentaje de Carbon=
o y
Nitrógeno como factores principales de control de efectividad en el Laborat=
orio
de Servicios Ambientales de a UNACH.
Para el análisis biológico se repite el proceso de
recuento de heterótrofos (refiérase al apartado 2.6 de este capítulo) de las
muestras 15 días después de aplicadas el bioactivador<=
/span>.
Resultados.
Se
realizaron análisis Físico Químicos in situ. En la tabla 3 se muestran lo=
s resultados
de los análisis antes de aplic=
ar el bioactivador.
Es
complejo contabilizar la población total de las bacterias en el suelo, pues=
to
que no hay un medio de cultivo único adecuado para todos los grupos, una
situación normal en el suelo presenta un crecimiento de 108 a 10=
10
De acuerdo a la escala propuesta por
La
interacción entre Trichoderma spp., y Paecilomyces spp., es
benéfica, ninguno causa efectos perjudiciales hacia el otro, y conviven en =
un
medio asociante. Se realiza cinco repeticiones del ensayo, en todos muestra=
que
Trichoderma spp., crecía
a una mayor velocidad que Paecilomyces
La presencia de =
Paecilomyces fue verificada mas ta=
rde
que las otras especies, esto se presume que se debe al crecimiento lento que
presenta Paecilomyces obtenido =
en los
ensayos de control, ya que Trichode=
rma coloniza
toda la caja mientras Paecilomyces =
no
logra ocupar todo el medio a los 7 días de incubación. Por
la interacción benéfica entre estos dos géneros se decide elaborar el bioactivador con dichos hongos.<=
/span>
Se realizan 6 interacciones para las pruebas de
antagonismo entre bacteria y hongo. Cada una con dos repeticiones. Los
resultados fueron: antagonismo entre P.
aeruginosa vs Trichoderma spp, la bacteria inhibe el crecimi=
ento
normal del hongo. Relación benéfica entre R.
palustris vs Trichoderma spp y Paecilomyce=
s
spp y el mismo resultado para Pseudomonas spp vs
Trichoderma spp y
La interacción entre P. aeruginosa con los hongos Trichoderma y Paecilomyces es negativa, ya que presenta un halo de inhibición, lo que se
busca es que la bacteria permita el normal crecimiento al hongo como se pue=
de
observar en las interacciones de Ps=
eudomonas
spp. y Rhodopseudomonas=
palustris, en la interacción con este último el
resultado con =
Paecilomyces spp n=
o fue
tan favorable como con Trichoderma spp e=
l cual
logro ocupar el total del medio, mientras que Paecilomyces spp logra interacción mas no asoci=
ación.
Estas interacciones se las puede
considerar como grado de inhibición clase 4 por invasi=
ón
total de la superficie de la bacteria y esporulación sobre ella, pero ninguno parece dominar al otro. La
interacción de los hongos con P.
De acuerdo a estudios por Olusola A., et a=
l.
(2017) P. aeruginosa es antagon=
ista
ante patógenos, en este estudio realizan tratamiento con doble inoculación =
con
el hongo Trichoderma harzianum
menciona que P. aeruginosa func=
ionó
en el tratamiento mejor por sí solo que en combinacion de ambos organismos,
este resultado podría suponer es debido a la inhibición que esta bacteria t=
iene
con Trichoderma spp; Paecilomyces s=
pp.
es un hongo con características similares en cuanto a funcion y requerimien=
tos
energéticos por lo que también presenta inhibición en el crecimiento, con un
halo promedio de las tres repeticiones de 0,50 cm con Trichoderma spp. y de 0,72 cm con Paecilomyces spp.
Debido a estos resultados se elige la cepa de Pseudomonas spp.
para actuar en conjunto con Trichoderma spp y Paecilomyces
Para la inoculación del bioac=
tivador
se evalúa el número de esporas por caja dando como resultado 7,28x108 =
esporas/ml
de Trichoderma=
spp y=
5,71x108
esporas/ml de Paecilomyces spp p=
romedios
de las tres repeticiones que se realiza, se muestra detalladamente en la Ta=
bla
4.
Se obtuvo el bioactivador
con las proporciones mencionadas en metodología, el número de esporas obten=
idas
por caja y siete días de incubación intercaladas entre luz y oscuridad, la
Figura 18-3 muestra el crecimiento evidente de la especie Trichoderma spp por las pigmentaciones verdes =
y por
las pigmentaciones rosadas el crecimiento de Paecilomyces spp.
El suelo muestra grandes cantidades de agregados q=
ue
según
Los resultados a simple vista son favorables en el
suelo después de aplicado el bioactivador.
Las barras azules en la Gráfica 2 muestra el índice
que alcanzaron, donde se puede apreciar que llegan con corta diferencia al =
80%
de germinación. Para comprobar estadísticamente que hay diferencias
significativas entre los dos tratamientos se asume con normalidad cuando los
datos pasan de 50 muestras. Se compara las medias con la Prueba T para mues=
tras
independientes en el programa I=
BM
SPSS versión 22.
Por
otra parte no existen diferencias significativas=
en el
pH por efecto de los tratamientos aplicados. Las mediciones iniciales en cu=
anto
al pH estaban dentro de las zonas adecuadas. El gráfico 3 muestra la variac=
ión
del pH antes y después del tratamiento.
En
relación a la humedad, las mediciones iniciales en cuanto al porcentaje de
Humedad eran visiblemente bajos, este parámetro es uno de los cruciales cua=
ndo
hablamos de suelos erosionados, la capacidad baja de retención de humedad q=
ue
tienen estos suelos no les permite mantener este parámetro en buen estado, =
pero
después de aplicado el bioactivador se puede no=
tar
que la humedad ha subido significativamente, y esto se demuestra
estadísticamente ya que si hay diferencias entre las muestras iniciales sin=
bioactivador y las muestras finales que presentaron a=
ltos
porcentajes de humedad, algunos por encima de la ideal como se puede observ=
ar
en la Gráfica 4.
Existen
diferencias significativas en el porcentaje de Carbono por efecto de los
tratamientos aplicados. En cuanto a los porcentajes de Carbono iniciales so=
lo
la muestra número 5 perteneciente a la comunidad Cauńa=
g
se presentaba por debajo de los límites, es decir, se caracterizaba como %C=
muy
pobre y tuvo una notable mejora de 0,95% a 4,73%, como se puede observar en=
la
Gráfica 5, mientras que los otros parámetros se encontraban al borde de lo
ideal antes de aplicado el bioactivador, y como=
se
puede observar la mejora es notable.
El
porcentaje de Nitrógeno difiere significativamente de la muestra inicial por
efecto de los tratamientos aplicados. El porcentaje de nitrógeno aumenta en=
un
40,14% como muestra la Gráfica 6, comparando las medias, observando
independientemente por muestra en la Gráfica se puede observar que en la M1=
y
M2 se obtuvo el mismo y por debajo del suelo sin bioac=
tivador.
No existen diferencias significativas en la relación Carbono/Nitrógeno por efe= cto de los tratamientos aplicados. Las medidas antes del tratamiento muestran un buen rendimiento, mientras se encuentren en el rango de BAJA indica que la materia orgánica da un buen suministro de N, K y S al suelo. La muestra M4 = y M6 como se observa en la Gráfica 7 se encontraban en una relación C/N ALTA lo = que indica que el suministro de nitrógeno, fósforo y azufre es más lento pero gracias al tratamiento con el bioactivador desarrollado, se puede apreciar que todas las muestras se encuentran en una relación baja lo que es favorable con el suelo en cuanto a los nutrientes.<= o:p>
El
aporte materia orgánica en el suelo beneficia la interacción de los
microorganismos y los nutrientes disponibles para estos y las plantas. Se
evidencian una mejoras comparando las medias de =
los
tratamientos sin bioactivador y con bioactivador. Además, se puede apreciar en el Gráfico=
8 que
la muestra M5 tuvo una mejora notable en cuanto a este parámetro, ya que si=
n el
tratamiento se encuentra en la zona de materia orgánica muy pobre. Con la
aplicación del bioactivador todas las muestras =
se
encuentran en la zona de porcentaje de materia orgánica rico.
El
aporte de los nutrientes al suelo por la melaza y el arroz pudieron ser
factores que aumentaron la población bacteriana, además de la adición direc=
ta
del consorcio en el bioactivador. Algunos de los
requerimientos esenciales de los microorganismos para crecer son fuentes de
carbono, ambientes favorables, pH y temperatura adecuadas, agua, minerales
entre otros factores de crecimiento que al aumentar la población se puede
deducir que estos parámetros son favorables para la vida microbiana y por e=
nde
para la productividad del suelo.
Además,
como análisis extra se verifica la presencia de protozoos, un organismo que
según
Discusió=
n.
En la caracterización física-quím=
ica
del suelo se obtuvo un
pH en las muestras entre neutro y básico por lo que se puede
considerar suelo árido. La humedad se encontró muy por debajo del límite, t=
odas
las muestras tenían escasa humedad oscilando entre 20% y 35%, lo que es
considerado por la FAO una humedad no apropiada para la proliferación de
microorganismos en el suelo. Los nutrientes como el Carbono se determinó que la mayor parte de las muestras se encuen=
tra en
buenas condiciones, la muestra M5 de la comunidad Cauń=
ag
presentó un %C muy pobre de 0,95%, Las demás muestras sobrepasaban el 2% de
Carbono. El porcentaje de Nitrógeno ayudó a calcular la relación
Carbono/Nitrógeno, las muestras de Pucará Quinche M4 y San Antonio de Bashug M6 presentaron una relación C/N alta lo que qu=
iere
decir que el suministro de nitrógeno, fósforo y azufre es más lento. Mientr=
as
que en la muestra de Verdepamba M7 la relación =
es
media que indica existe un suministro normal de nutrientes por la
descomposición de la materia orgánica, las demás muestras presentaron una
relación baja y esto quiere decir que el aporte de nitrógeno, potasio y azu=
fre
al suelo es bueno. En cuanto a la materia orgánica todas las muestras excep=
to
la M5 se encontraban en los valores ricos de cantidad de materia orgánica
presente en el suelo, la M5 de Cauńag se encont=
raba
con un porcentaje de materia orgánica muy pobre.
En la realización de pruebas de
antagonismo entre las cepas de Paecilomyces
Se elaboró el bioactivador
con un consorcio microbiano contenido por 37,5% de Trichoderma spp.<=
/span>, 37,5% de Paecilomyces
spp. y 25% de Pseudomonas spp. en
un sustrato de 53% (p/p) de arroz, 10%(p/p) de melaza y 37% (p/p) de agua
destilada. En un 1 Kg de preparado. Se determinó que el número de esporas
utilizado para la inoculación de este bioactivador es de 7,38X108
esporas/mL de Trichoderma spp. =
y de
5,70x108esporas/mL de Pa=
ecilomyces
spp. En cuanto a Pseudomonas sp=
p se
inocula 1x108 celulas/mL.
A partir del análisis para el con=
trol
de efectividad del bioactivador, se realizó el =
índice
de germinación para las muestras sin bioactivador
(SB) y con bioactivador (CB) en el que se obtuv=
o una
media de 25,10% en el tratamiento SB, y 74.90% en el tratamiento CB. En cua=
nto
a análisis físico-químicos se obtuvo que en pH se logró el equilibrio de las
muestras, hallando que no existen diferencias significativas por efecto de =
los
tratamientos aplicados.
Respecto al porcentaje de humedad=
se
determinó que la acción del bioactivador fue
beneficiosa en cuanto a humedad ya que se obtuvo una mejora de 53,68% y las
muestras aplicadas el tratamiento se ubicaron en el rango de humedad adecua=
da.
En cuanto al porcentaje de Carbono las diferencias fueron significativas y
obtuvo una mejora en cuanto a este parámetro, las muestras con el bioactivador se encuentran en lo normal de un suelo f=
értil.
Respecto al porcentaje de Nitrógeno mostró diferencias significativas entre=
las
muestras con un aumento de 40,14%. En cuanto a la relación Carbono/Nitrógeno
todas las muestras se ajustaron en el rango de relación C/N BAJA que quiere
decir que la materia orgánica da un buen suministro de N, K y S al suelo. En
cuanto al porcentaje de Materia Orgánica se evidenció una mejora de 24,32%
comparando las medias de los dos tratamientos sin bioa=
ctivador
y con bioactivador, todas las muestras ajustada=
s al
rango de porcentaje de materia orgánica rico.
En el análisis biológico se deter=
minó
una mejora notable ya que antes de la aplicación del b=
ioactivador
se encontraban por debajo de la situación normal de UFC/g que debía ser 1x<=
span
style=3D'mso-no-proof:yes'>108 UFC/g, después del tratami=
ento
se obtuvo: M1 presentó 1,27x108 UFC/g; M2 1,22x108 UF=
C/g;
M3 1,20x108 UFC/g; M4 1,13x108 UFC/g; M5 1,26x10=
8
UFC/g; M6 1,34 x108 UFC/g; M7 1,19x108UFC/g; M8 1,25x=
108
UFC/g; M9 1,16x108UFC/g. En este parámetro se obtuvo una
diferencia del 70,56% en comparación de los tratamientos. Además, se halló
protozoos en las muestras de suelo con bioactivador,
microorganismo que indica existe una buena fuente de materia orgánica,
nutrientes disponibles, condiciones física-químicas apropiadas, temperatura
adecuada y un buen suministro de agua, además que este microorganismo aport=
a en
la presencia de materia orgánica en el suelo.
Conclusiones.
ˇ =
Se
pudo determinar que el suelo de la Parroquia Cacha, Provincia de Chimborazo=
no
cuenta con las condiciones fisicoquímicas óptimas para la proliferación de
microorganismos en el suelo, por lo que se puede considerar fundamentalmente
árido. Esto se pudo constatar en indicadores como el pH y la humedad que resultaron estar =
en
valores desfavorables para la disponibilidad fértil del suelo. Por otra par=
te,
a pesar de que otros indicadores como la materia orgánica, el carbono y el
nitrógeno no mostraron valores desfavorables, para que el suelo sea
naturalmente fértil es preciso de la interacción de todas las variables en
parámetros adecuados. Se confirma de esta manera de acuerdo al análisis
fisicoquímico del suelo, la poca fertilidad del mismo.
ˇ =
Se
comprobó que no existe antagonismos entre las cepas de Paecilomyces spp y Trichoderma spp, por lo que establecen una
interacción benéfica, es decir que ninguno de los dos hongos causa efectos
perjudiciales hacia el otro, conviven en un medio asociante. Lo que no suce=
dió
en la interacción de Bacteria-Hongo que existió cierta tendencia a la inhib=
ición
del crecimiento normal del hongo por parte de las bacterias, resultando la
relación más favorable con la cepa =
Pseudomonas
spp.
ˇ =
Se
pudo constatar la efectividad del bioactivador,
obteniéndose una media de 25,10% en el tratamiento SB, y 74.90% en el trata=
miento
CB. Se logró el equilibrio del pH de las muestras, hallando que no existen
diferencias significativas por efecto de los tratamientos aplicados. Se obt=
uvo
una mejora de 53,68% de humedad, ubicando a las muestras aplicadas en el ra=
ngo
de humedad adecuada. Las muestras de carbono con el bi=
oactivador
se encuentran en lo normal de un suelo fértil. El porcentaje de Nitrógeno
mostró diferencias significativas entre las muestras con un aumento de 40,1=
4%.
En cuanto a la relación Carbono/Nitrógeno todas las muestras se ajustaron e=
n el
rango de relación C/N BAJA que quiere decir que la materia orgánica da un b=
uen
suministro de N, K y S al suelo. En cuanto al porcentaje de Materia Orgánic=
a se
evidenció una mejora de 24,32% comparando las medias de los dos tratamientos
sin bioactivador y con bio=
activador,
todas las muestras ajustadas al rango de porcentaje de materia orgánica ric=
o.
Hubo una mejora general de los indicadores biológicos del suelo que lo
predisponen positivamente para la germinación des pues de la aplicación del=
Bioactivador.=
ˇ &nb=
sp;
La
elaboración el bioactivador estuvo compuesta po=
r un
consorcio microbiano contenido por 37,5% de Trichoderma spp.<=
/span>, 37,5% de Paecilomyces
spp. y 25% de Pseudomonas spp. en
un sustrato de 53% (p/p) de arroz, 10%(p/p) de melaza y 37% (p/p) de agua
destilada, en un 1 Kg de preparado.
Figura <=
!--[if supportFields]> SEQ Figura \* ARABIC =
1
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Tabla
1
|
No. |
Superficie(<=
/span>Ha) |
Nombre de la comunidad |
|
3 |
311,63 |
|
|
6 |
103,02 |
Cacha Obraje |
|
4 |
84,04 |
San Pedro |
|
2 |
43,76 |
Pucara Quinche |
|
1 |
47,95 |
Cauńag |
|
7 |
92,41 |
San Antonio de Bashug |
|
9 |
90,54 |
VERDEPAMBA |
|
8 |
128,16 |
Machangara |
|
5 |
190,02 |
Cachaton<=
/span>(Pucaratambo) |
|
Total |
1091,53 |
Ha |
=
Fuente:
Tabla
2 Identificación=
de
variables.<=
span
style=3D'mso-bidi-font-size:12.0pt;line-height:115%;font-family:"Times New =
Roman",serif'>
|
Tipo |
Variables |
Indicador |
|
Dependientes |
Eficiencia del |
Índice de germinación en el suelo |
|
Textura del suelo |
||
|
UFC/g del suelo |
||
|
Independientes |
pH |
Potencial de hidrógeno |
|
Humedad |
% humedad |
|
|
Relación C/N |
C: N |
|
|
NPK |
N: P: K |
|
|
Crecimiento microbiano |
Unidades Formadoras de Colonias (UF=
C) |
|
|
Materia Orgánica |
%MO |
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Tabla
3 Caracterización Físi=
ca -
Química del Suelo Parroquia Cacha, Provincia de Chimborazo
|
MUESTRAS |
|||||||||
|
PARÁMETROS |
M1 |
M2 |
M3 |
M4 |
M5 |
M6 |
M7 |
M8 |
M9 |
|
pH |
7,60 |
7,73 |
6,88 |
7,00 |
6,50 |
6,38 |
6,63 |
7,13 |
6,88 |
|
Temperatura (°C) |
7,65 |
12,08 |
9,98 |
16,58 |
16,25 |
15,50 |
15,25 |
15,25 |
15,75 |
|
Humedad (%) |
30,13 |
20,13 |
22,50 |
35,00 |
21,25 |
21,25 |
26,25 |
35,00 |
17,50 |
|
Carbono (%) |
3,57 |
2,11 |
2,03 |
4,87 |
0,42 |
3,02 |
3,34 |
3,29 |
2,22 |
|
Nitrógeno (%) |
0,56 |
1,03 |
0,42 |
0,14 |
0,28 |
0,24 |
0,28 |
0,42 |
0,70 |
|
Fósforo (mg/kg) |
2,46 |
2,44 |
2,10 |
2,58 |
2,76 |
2,73 |
2,82 |
2,40 |
2,10 |
|
Potasio (mg/kg) |
2,18 |
2,51 |
2,81 |
2,34 |
2,94 |
3,08 |
3,16 |
2,20 |
2,56 |
|
C/N * |
6,38 |
2,05 |
4,83 |
34,79 |
1,50 |
12,58 |
11,93 |
7,83 |
3,17 |
|
NPK** |
7,65 |
4,14 |
5,90 |
2,69 |
3,28 |
4,92 |
2,76 |
8,37 |
14,29 |
|
MO***
(%) |
6,15 |
3,38 |
3,40 |
8,40 |
0,72 |
5,21 |
5,76 |
5,67 |
3,63 |
Fuente: Laboratorio de Servicios
Ambientales, UNACH, 2017
*C/N (relación Carbono:Nitrógeno), **NPK (Relación Nitrógeno:Fósforo:Potasio), ***MO (Porcentaje de Mate=
ria
Orgánica)
Gráfica 1<=
/span> Bacterias por gramo =
de
suelo
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Tabla 4=
Millones de esporas/=
ml
de los hongos Trichoderma spp y Paecilomyces spp
|
Hongos |
Trichoderma 1 |
Trichoderma 2 |
Trichoderma 3 |
Paecilomyces 1 |
Paecilomyces 2 |
Paecilomyces 3 |
|
G1 |
679 |
676 |
650 |
531 |
434 |
520 |
|
G2 |
597 |
566 |
550 |
449 |
553 |
500 |
|
G3 |
541 |
480 |
569 |
394 |
481 |
380 |
|
G4 |
532 |
535 |
520 |
445 |
390 |
399 |
|
G5 |
590 |
653 |
598 |
395 |
514 |
450 |
|
SUMA |
2939 |
2910 |
2887 |
2214 |
2372 |
2249 |
|
x millones de esporas/mL |
734750000 |
727500000 |
721750000 |
553500000 |
593000000 |
562250000 |
|
734,75 x10^6 esporas /mL |
727,5x10^6 esporas /mL |
721,75x10^6 esporas /mL |
553,5 x10^6 esporas /mL |
593x10^6 esporas /mL |
562,25x10^6 esporas /mL |
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Gráfica
2
Índice de germinación con semillas de rábano
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Figura 2 Mapa geológico de la
Parroquia Cacha
Fuente:
Gráfica 3 pH de los tratamientos Con Bioactivador y Sin Bioactivador<=
/span>
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Gráfica
4
Porcentaje de Humedad de las muestras con bioactivador=
y sin bioactivador
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Gráfica 5 Porcentaje de Carbono en las
muestras sin bioactivador y con bioactivador
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Gráfica 6 Porcentaje de Nitrógeno con bioactivador y sin bioactivador<=
/span>
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Gráfica
7
Relación Carbono/Nitrógeno tratamientos sin bioactivad=
or
y con bioactivador
MEDIA ALTA BAJA
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
Fuente: Calderón y Núńez, Ecuador, 2018
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citar el artículo indexado.
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El artículo que se publica es de
exclusiva responsabilidad de los autores y no necesariamente reflejan el
pensamiento de la Revista Ciencia
Digital. El articulo queda en
propiedad de la revista y, por tanto, su publicación parcial y/o total en o=
tro
medio tiene que ser autorizado por el director de la Revista Ciencia Digital.
[1] Escuela Superior Poli=
técnica de
Chimborazo, Chimborazo, Ecuador, cristy.gct@gmail.com
[2] Escuela Superior Poli=
técnica de
Chimborazo, Chimborazo, Ecuador, solenu0408@gmail.com